广东省人民医院/广东省肺癌研究所肺内科
中国临床肿瘤学会（CSCO）肿瘤生物标志物专家委员会委员
师从吴一龙教授，擅长肺癌多学科综合治疗；专攻肺癌中枢转移尤其是脑膜转移的诊疗；
第一或通讯作者发表SCI 10余篇，包括：Annals of Oncology（IF=51.76）、 Journal of Thoracic Oncology（IF=20.12，3篇）、 JAMA Network Open（IF=13.35）、Clinical Cancer Research（IF=13.8）、 European Journal of Cancer（IF= 10.00）及BMC Medicine（IF=11.15）等；
主持国家自然科学基金青年基金、广东省自然基金面上项目、CTONG英才计划、广东省人民医院“双青人才”计划等；
获得人民网金山茶花奖“人民好医生杰出贡献专家”、广东省医学科技奖一等奖（R2）、世界肺癌大会International Mentorship Award 及Developing Nation Education Award、ESMO 旅程奖学金、APLCC 最佳论文奖等。
对于无驱动基因的晚期非小细胞肺癌患者，免疫检查点抑制剂（immune checkpoint inhibitors,ICIs）单药或联合化疗已成为标准一线治疗方案。脑转移是威胁肺癌患者生存的瓶颈之一，ICIs对脑转移的疗效已有不少研究报道；然而，既往研究更多关注驱动基因阳性患者中枢转移及其应用靶向药物的疗效预测，而中枢转移应用ICIs是否存在优势人群，其潜在的生物标记物如何，尚未见详细报道。
(1)肺癌脑（膜）转移的流行病学特点及治疗现状
肺癌是我国最常见的恶性肿瘤，脑转移性肿瘤是晚期肺癌的严重事件，包括脑实质转移(BM)和脑膜转移（LM）。20%-65%的非小细胞肺癌（non-small cell lung cancer，NSCLC）患者在病程中会发生脑转移，而驱动基因阳性的肺癌患者脑转移及脑膜转移发生率更高[1-3]。
近10年肺癌的治疗出现了革命性的改变，驱动基因的发现、靶向药物及免疫治疗的广泛应用，使得晚期NSCLC的生存期得到改善，然而脑（膜）转移仍然是制约患者生存的瓶颈之一。NSCLC患者发生脑（膜）转移后其生活质量降低，生存时间短，治疗手段有限。
然而，驱动基因阴性的脑（膜）转移患者的全身治疗目前仍缺乏有力的临床证据及最佳的治疗推荐。治疗措施仍局限于传统的放疗、化疗联合/不联合抗血管生成药物。立体定向放疗或全脑放疗等局部干预手段在多发脑转移的使用受限于患者的整体情况及放疗所致不良预后的权衡。为此，更优的治疗策略一直在探索当中。
(2) 免疫检查点抑制剂对肺癌脑转移患者的疗效
免疫检查点抑制剂单药或联合化疗已获批应用于驱动基因阴性的非小细胞肺癌一线治疗，延长患者总生存期[4-7]，也为肺癌脑转移人群的治疗带来了新的希望[8-15]。最具有代表性的帕博丽珠单抗单药治疗的II期研究，针对未经治疗、至少1个5mm-20mm无症状的脑转移灶NSCLC患者（PD-L1表达≥1%）[8]，37例患者接受帕博丽珠单抗单药，11例（29.7%）患者达到颅内缓解，中位颅内缓解持续时间是5.7月,提示帕博利珠单抗对未经治疗的无症状脑转移NSCLC患者有获益趋势。类似地，钠武利尤单抗的回顾性分析及阿替利珠单抗的亚组分析中，提示其对中枢转移的NSCLC具有总生存的获益倾向[16, 17]。《J Thorac Oncol》的一项meta分析[10]，纳入12 个研究共566个NSCLC伴脑转移患者接受单药ICIs，结果显示颅内病灶总缓解率为16.4%(95%CI：9.8%-24%; I2 = 33.17%)，颅内病灶疾病控制率为45%(95%CI： 33.4%-56.9%;I2=46.91%)，且是否接受放疗不影响ICIs疗效，提示ICIs对部分颅内转移患者有较确切的临床获益。而最新的I期或II期公布的数据总结如图1.
图1 近期公布的肺癌脑转移ICIs研究
更为棘手的肺癌脑膜转移，常常被各大前瞻性临床研究所排除，为此，我们回顾性分析了本中心脑膜转移患者及系统检索2012年1月至2020年3月PubMed/Cochrane/ EMBASE数据库中的文献报道的NSCLC脑膜转移应用ICIs的临床数据，其中单药ICIs组的中位PFS:2.1月,OS：4.0月，联合用药组的PFS和OS分别是3.0月和5.4月，有3例患者的PFS超过20个月；提示部分NSCLC脑膜转移患者可能从ICIs单药或联合治疗中获益，尤其是ECOG PS评分较好的患者[13]。尽管ICIs对NSCLC中枢转移的疗效已有相当多报道，然而基本都是I/II期单臂研究，尚未见大型RCT研究证实ICI在肺癌中枢转移的作用，此外，中枢转移应用ICIs是否存在优势人群，其潜在的生物标记物如何，尚未见详细报道。
（3）ICIs在脑转移瘤患者的生物标记物探索
大脑并非是免疫豁免器官，大脑/脑膜淋巴系统(沿硬膜窦排列的功能性淋巴管)表达淋巴管内皮细胞的分子特征，能携带来自脑实质及脑脊液的免疫细胞流入到颈深淋巴结，从而与全身淋巴系统发生交流互动；而颅外病灶经ICIs激活的T淋巴细胞经该系统进入中枢神经系统，这是颅内病灶产生免疫应答的关键[18, 19]。硬脑膜窦在大脑正常功能状态及病理状态下起到关键作用，是大脑中发生神经免疫系统相互作用的场所，在这里，来自大脑和脑脊液中的抗原被抗原递呈细胞所识别，并将信号传递给到此处富集的T细胞，从而启动免疫反应；硬脑膜窦中的内皮细胞和壁细胞，也在这一过程中起到了辅助的作用[20]。
图2 大脑/脑膜淋巴系统[18, 19]
脑转移的发生发展是转移的肿瘤细胞（“the seed”种子）与中枢神经系统独特的免疫微环境（“soil”土壤）之间相互作用的结果；脑转移灶中同时存在来自中枢神经系统自身的髓系细胞（CNS-myeloids）和外周骨髓来源的髓系细胞（BMDM)。2020年10月《Cell》的文章详细阐述了CNS-myeloids和BMDM在肿瘤脑转移的发生发展过程中的作用[21]，该研究通过采用基因工程小鼠模型，巧妙的实验设计，结合临床病人数据及高通量、多维度的单细胞测序分析，通过高分辨三维成像发现，浸润的髓系细胞具有典型的分布模式和活化相关的形态特征，揭示了中枢神经系统自身的髓系细胞CNS-myeloids可通过趋化因子Cxcl10信号形成特异性免疫抑制微环境促进脑转移的发展，阐明了免疫微环境对肿瘤转移发生发展过程的重要调控作用；有望为探索脑转移的免疫治疗提供新的策略。
脑转移瘤的肿瘤微环境与原发灶存在较大差异，在2020年发表《cell》的另两个文章提示，在脑瘤的肿瘤微环境中小胶质细胞、巨噬细胞、中性粒细胞和T细胞是主要免疫细胞，不同细胞活化状态不同；而脑转移瘤与脑瘤的差异大：脑转移瘤中粒细胞浸润及调节T细胞高于脑瘤[22, 23]。对39例匹配的肺癌脑转移瘤与肺癌原发灶的转录组测序及TCRβ序列[24]结果分析提示，脑转移灶与原发灶共享大部分T细胞克隆及71%肿瘤驱动基因，而脑转移瘤的肿瘤微环境中细胞粘附分子及血管细胞粘附蛋白1受到抑制，具有较低的CD8+T细胞浸润和较高的巨噬细胞浸润，且效应T细胞的丰度和密度都受到抑制；通路的分析显示：树突状细胞成熟通路、Th1免疫反应通路及白细胞渗出通路、粒细胞吸附通路受到抑制；而Toll样受体信号活化。另一匹配脑转移瘤和原发灶的研究结果提示，脑转移瘤的PD-1阳性的肿瘤浸润性淋巴细胞（TILs）比例显著下降，且CD3阳性TILs，CD8阳性TILs及FOXP3阳性TILs同样观察到比例下降，提示这可能是颅内、颅外靶病灶对ICIs疗效不相一致的原因之一[25]。
图3 脑转移瘤与原发脑肿瘤的免疫微环境[22, 23]
脑转移瘤样本的获取是研究脑转移的关键，可用来监测脑肿瘤细胞在发育和转移过程中的肿瘤免疫微环境变化，从而寻求新的可能的治疗方法。然而，从脑恶性肿瘤中获取样本并不容易，活检风险大，并非为优选的活检方式，我们课题组前期探索中，脑脊液可揭示脑膜转移的独特基因谱[26, 27]，且居于脑脊液基因谱可对肺癌中枢转移行分子分型[28]。为此，脑脊液是可提供有关脑肿瘤基因组特征的基本信息，且操作简单易得，可用作相对无创的液体活检方式。在非肿瘤性疾病（例如多发性硬化症）的研究表明中，脑脊液白细胞为疾病的病理生理学提供了新信息；故我们认为脑脊液细胞可能反映可脑转移瘤的肿瘤免疫微环境。MSKCC团队在《Science》报道中进一步对脑脊液免疫细胞群的探索发现，脑脊液单细胞RNA测序可检测到脑脊液的免疫细胞群，包括小胶质细胞、巨噬细胞、T细胞及亚群、NK细胞、B细胞等[29]。而Rubio-Perez et al 最近在《Nat Commun》上发表的文章显示，脑转移瘤和脑脊液共享部分相同的T细胞受体克隆表型，且脑脊液单细胞RNA测序结果提示细胞群与脑转移整体一致，脑脊液可反映脑转移瘤的免疫细胞图谱及TCR表型，提示脑脊液是潜在的可用于预测ICIs疗效的液体活检方式[30]。
图4 脑转移瘤和脑脊液共享部分相同的T细胞受体克隆表型[30]
技术的进步能让我们更加深入地认识脑转移瘤的肿瘤微环境，而脑脊液作为一种更简易无创的液体活检方式，在很大程度上能揭示颅内病灶的基因谱及免疫细胞特征，在未来会是探索免疫检查点抑制剂在肺癌中枢转移的疗效预测的一个更为有效的途径。
尽管我们对ICIs应用于NSCLC一线治疗的生物标记物已有很多探索，我们对脑转移瘤的肿瘤微环境亦有一定的认识，然而，ICIs在脑转移瘤患者的生物标记物的探索仍是很缺乏。最近2021年发表于《Clinical Cancer Research》的文章[38]，对黑色素瘤患者的三个不同转移部位（皮肤、大脑和脑膜/CSF）的26例患者的43例临床黑色素瘤标本进行单细胞测序，发现在不同类型的患者中对治疗应答存在差异：脑膜转移CSF中的细胞在T/NK细胞中更丰富，髓系/单核细胞比例最高；而脑转移样本黑色素瘤细胞比例最高，而T/NK细胞数量较低；皮肤转移瘤样本中数量最多的是成纤维细胞和B细胞。免疫细胞组成的分析中，脑膜转移CSF中CD4 T细胞比例最高，CD8细胞数量最少；而脑转移瘤样本中的CD4和NK细胞比例最低，但CD8 T细胞比例更高。且CD4 T细胞内的异质性最大，观察到器官特异性：脑膜转移CSF样本的特征是耗竭和凋亡CD 4细胞数量最多，而脑转移瘤中含有活化的CD4 T细胞，皮肤转移瘤样本亦提示最大比例的增殖CD4 T细胞富集。而对接受ICIs治疗的脑膜转移患者（5例疗效不佳的患者和1例存活超过38个月的患者）分析中，发现疗效最好的患者CSF的免疫淋巴细胞谱更接近对照组中非脑膜转移患者CSF，其特征是高比例的 CD4 T 细胞、CD8 Tem 细胞，且树突细胞、B细胞和浆细胞的比例更高；而在疗效不佳的患者中，总免疫细胞数量减少，T细胞失活和具有更多的巨噬细胞及髓源性抑制细胞；表明脑膜转移良好应答者具有更有利的免疫环境。
图5 脑脊液可反映黑色素瘤脑转移及脑膜转移的免疫微环境动态变化[38]
而在非小细胞肺癌脑(膜)转移应用ICIs的疗效生物标记物的探索，目前尚未见详细报道。只有一部分脑（膜）转移NSCLC患者对ICIs有反应，亟需能预测效果的生物标志物。
（4）ICIs在NSCLC伴有脑转移患者的在研临床研究及转化探索
如何提高免疫检查点抑制剂在驱动基因阴性的NSCLC脑转移的临床疗效，首先是要有更确切的数据证实ICIs在脑转移的疗效，大脑并非是免疫豁免器官，经ICIs激活的T淋巴细胞可经大脑/脑膜淋巴系统进入中枢神经系统，实现与全身淋巴系统发生交流互动，这是颅内病灶产生免疫应答的理论基础；其次是要实现明确ICIs的优势人群，能否提前预测ICIs治疗脑转移的疗效，以更好预判肿瘤进程。进一步研究ICIs在肺癌脑转移中的疗效及安全性，吴一龙教授牵头启动了CTONG2003研究，即卡瑞利珠单抗联合SRT/WBRT及化疗用于既往未经系统治疗的驱动基因阴性、合并脑转移非小细胞肺癌的随机、双盲、安慰剂对照、多中心临床研究。同步进行生物标记物的探索，以更好地明确ICIs的优势人群；目前数据在分析当中；期待研究成果的公布。
[1] 中国医师协会肿瘤医师分会，中国医疗保健国际交流促进会肿瘤内科分会. 肺癌脑转移中国治疗指南(2021年版)[J]. 中华肿瘤杂志,2021,43(03):269-281.
[2] Ge M, Zhuang Y, Zhou X, et al. High probability and frequency of EGFR mutations in non-small cell lung cancer with brain metastases[J]. J Neurooncol,2017,135(2):413-418.
[3] Li Y, Jiang B, Yang J, et al. Leptomeningeal Metastases in Patients with NSCLC with EGFR Mutations[J]. J Thorac Oncol,2016,11(11):1962-1969.
[4] Reck M, Rodriguez-Abreu D, Robinson A G, et al. Five-Year Outcomes With Pembrolizumab Versus Chemotherapy for Metastatic Non-Small-Cell Lung Cancer With PD-L1 Tumor Proportion Score >/= 50[J]. J Clin Oncol,2021,39(21):2339-2349.
[5] Herbst R S, Giaccone G, de Marinis F, et al. Atezolizumab for First-Line Treatment of PD-L1-Selected Patients with NSCLC[J]. N Engl J Med,2020,383(14):1328-1339.
[6] Antonia S J, Borghaei H, Ramalingam S S, et al. Four-year survival with nivolumab in patients with previously treated advanced non-small-cell lung cancer: a pooled analysis[J]. Lancet Oncol,2019,20(10):1395-1408.
[7] Reck M, Remon J, Hellmann M D. First-Line Immunotherapy for Non-Small-Cell Lung Cancer[J]. J Clin Oncol,2022,40(6):586-597.
[8] Goldberg S B, Schalper K A, Gettinger S N, et al. Pembrolizumab for management of patients with NSCLC and brain metastases: long-term results and biomarker analysis from a non-randomised, open-label, phase 2 trial[J]. The Lancet Oncology,2020,21(5):655-663.
[9] Goldberg S B, Gettinger S N, Mahajan A, et al. Pembrolizumab for patients with melanoma or non-small-cell lung cancer and untreated brain metastases: early analysis of a non-randomised, open-label, phase 2 trial[J]. The Lancet Oncology,2016,17(7):976-983.
[10] Teixeira Loiola De Alencar V, Guedes Camandaroba M P, Pirolli R, et al. Immunotherapy as Single Treatment for Patients With NSCLC With Brain Metastases: A Systematic Review and Meta-Analysis—the META-L-BRAIN Study[J]. Journal of Thoracic Oncology,2021,16(8):1379-1391.
[11] Brastianos P K, Lee E Q, Cohen J V, et al. Single-arm, open-label phase 2 trial of pembrolizumab in patients with leptomeningeal carcinomatosis[J]. Nature Medicine,2020,26(8):1280-1284.
[12] Hendriks L E L, Henon C, Auclin E, et al. Outcome of Patients with Non–Small Cell Lung Cancer and Brain Metastases Treated with Checkpoint Inhibitors[J]. Journal of Thoracic Oncology,2019,14(7):1244-1254.
[13] Zheng M M, Tu H Y, Yang J J, et al. Clinical outcomes of non-small cell lung cancer patients with leptomeningeal metastases after immune checkpoint inhibitor treatments[J]. Eur J Cancer,2021,150:23-30.
[14] Brastianos P K, Kim A E, Giobbie-Hurder A, et al. Pembrolizumab in brain metastases of diverse histologies: phase 2 trial results[J]. Nat Med,2023.
[15] Hou X, Zhou C, Wu G, et al. Efficacy, Safety, and Health-Related Quality of Life With Camrelizumab Plus Pemetrexed and Carboplatin as First-Line Treatment for Advanced Nonsquamous NSCLC With Brain Metastases (CAP-BRAIN): A Multicenter, Open-Label, Single-Arm, Phase 2 Study[J]. J Thorac Oncol,2023.
[16] Crinò L, Bronte G, Bidoli P, et al. Nivolumab and brain metastases in patients with advanced non-squamous non-small cell lung cancer[J]. Lung Cancer,2019,129:35-40.
[17] Gadgeel S M, Lukas R V, Goldschmidt J, et al. Atezolizumab in patients with advanced non-small cell lung cancer and history of asymptomatic, treated brain metastases: Exploratory analyses of the phase III OAK study[J]. Lung Cancer,2019,128:105-112.
[18] Louveau A, Smirnov I, Keyes T J, et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels[J]. Nature,2015,523(7560):337-341.
[19] Eguren-Santamaria I, Sanmamed M F, Goldberg S B, et al. PD-1/PD-L1 Blockers in NSCLC Brain Metastases: Challenging Paradigms and Clinical Practice[J]. Clinical Cancer Research,2020,26(16):4186-4197.
[20] Rustenhoven J, Drieu A, Mamuladze T, et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface[J]. Cell,2021,184(4):1000-1016.
[21] Guldner I H, Wang Q, Yang L, et al. CNS-Native Myeloid Cells Drive Immune Suppression in the Brain Metastatic Niche through Cxcl10[J]. Cell,2020,183(5):1234-1248.
[22] Friebel E, Kapolou K, Unger S, et al. Single-Cell Mapping of Human Brain Cancer Reveals Tumor-Specific Instruction of Tissue-Invading Leukocytes[J]. Cell,2020,181(7):1626-1642.
[23] Klemm F, Maas R R, Bowman R L, et al. Interrogation of the Microenvironmental Landscape in Brain Tumors Reveals Disease-Specific Alterations of Immune Cells[J]. Cell,2020,181(7):1643-1660.
[24] Kudo Y, Haymaker C, Zhang J, et al. Suppressed immune microenvironment and repertoire in brain metastases from patients with resected non-small-cell lung cancer[J]. Annals of Oncology,2019,30(9):1521-1530.
[25] Kim R, Keam B, Kim S, et al. Differences in tumor microenvironments between primary lung tumors and brain metastases in lung cancer patients: therapeutic implications for immune checkpoint inhibitors[J]. BMC Cancer,2019,19(1).
[26] Li Y S, Jiang B Y, Yang J J, et al. Unique genetic profiles from cerebrospinal fluid cell-free DNA in leptomeningeal metastases of EGFR-mutant non-small-cell lung cancer: a new medium of liquid biopsy[J]. Annals of Oncology,2018,29(4):945-952.
[27] Zheng M, Li Y, Jiang B, et al. Clinical Utility of Cerebrospinal Fluid Cell-Free DNA as Liquid Biopsy for Leptomeningeal Metastases in ALK-Rearranged NSCLC[J]. Journal of Thoracic Oncology,2019,14(5):924-932.
[28] Li Y, Zheng M, Jiang B, et al. Association of Cerebrospinal Fluid Tumor DNA Genotyping With Survival Among Patients With Lung Adenocarcinoma and Central Nervous System Metastases[J]. JAMA Network Open,2020,3(8):e209077.
[29] Chi Y, Remsik J, Kiseliovas V, et al. Cancer cells deploy lipocalin-2 to collect limiting iron in leptomeningeal metastasis[J]. Science,2020,369(6501):276-282.
[30] Rubio-Perez C, Planas-Rigol E, Trincado J L, et al. Immune cell profiling of the cerebrospinal fluid enables the characterization of the brain metastasis microenvironment[J]. Nat Commun,2021,12(1):1503.
[31] Shum B, Larkin J, Turajlic S. Predictive biomarkers for response to immune checkpoint inhibition[J]. Semin Cancer Biol,2021.
[32] Marabelle A, Fakih M, Lopez J, et al. Association of tumour mutational burden with outcomes in patients with advanced solid tumours treated with pembrolizumab: prospective biomarker analysis of the multicohort, open-label, phase 2 KEYNOTE-158 study[J]. Lancet Oncol,2020,21(10):1353-1365.
[33] Anagnostou V, Niknafs N, Marrone K, et al. Multimodal genomic features predict outcome of immune checkpoint blockade in non-small-cell lung cancer[J]. Nat Cancer,2020,1(1):99-111.
[34] Nabet B Y, Esfahani M S, Moding E J, et al. Noninvasive Early Identification of Therapeutic Benefit from Immune Checkpoint Inhibition[J]. Cell,2020,183(2):363-376.
[35] Peng X X, Yu R Y, Wu X, et al. Correlation of plasma exosomal microRNAs with the efficacy of immunotherapy in EGFR / ALK wild-type advanced non-small cell lung cancer[J]. J Immunother Cancer,2020,8(1).
[36] Shukuya T, Ghai V, Amann J M, et al. Circulating MicroRNAs and Extracellular Vesicle-Containing MicroRNAs as Response Biomarkers of Anti-programmed Cell Death Protein 1 or Programmed Death-Ligand 1 Therapy in NSCLC[J]. J Thorac Oncol,2020,15(11):1773-1781.
[37] Shi A, Kasumova G G, Michaud W A, et al. Plasma-derived extracellular vesicle analysis and deconvolution enable prediction and tracking of melanoma checkpoint blockade outcome[J]. Sci Adv,2020,6(46).
[38] Smalley I, Chen Z, Phadke M, et al. Single-Cell Characterization of the Immune Microenvironment of Melanoma Brain and Leptomeningeal Metastases[J]. Clinical Cancer Research,2021,27(14):4109-4125.
[39] Sharma P, Siddiqui B A, Anandhan S, et al. The Next Decade of Immune Checkpoint Therapy[J]. Cancer Discov,2021,11(4):838-857.
苏公网安备 32059002004080号
